Ở đây có ba giống virus cúm A, b và C; chỉ các virus cúm a mới gây bệnh cho các loài chim. Các chẩn đoán là bằng phân lập hay phát hiện và phân loại cho virus

Bệnh cúm gia cầm phải khai báo (notifiable avian influenza – NAI) là do bị nhiễm virus thuộc họ Orthomyxoviridae nằm trong giống influenzavirus A. Các virus cúm A đều thuộc về các orthomyxovirus được biết là gây bệnh cho các loài chim. Nhiều loài chim đã thể hiện là có mẫn cảm với bệnh nhiễm do các virus cúm A; các loài chim thủy sinh (aquatic birds) hình thành nguồn tàng trữ chủ yếu cho những virus này, nhưng phần lớn các dòng phân lập được là có khả năng gây bệnh thấp đối với gà và gà tây. Các virus cúm A có các proteins vỏ bao nucleocapsid và proteins sinh chất matrix có tính kháng nguyên liên quan với nhau, nhưng được phân loại thành các phân chủng dựa vào các kháng nguyên haemagglutinin (H) và neuraminidase (N) của chúng (80). Hiện nay ghi nhận được 16 phân chủng H (H1 – H16) và 9 phân chủng N (N1 – N9). Cho đến nay, các virus cúm A độc lực cao (highly virulent influenza A virus) gây bệnh cấp tính cho gà, gà tây và các loài chim khác mà có tầm quan trọng về kinh tế chỉ gồm các phân chủng H5 và H7. Hầu hết các virus của phân chủng H5 và H7 được phân lập từ các loài chim đều có độc lực thấp đối với gà (2). Do nguy cơ virus H5 hay H7 có độc lực thấp trở nên có độc lực nhờ biến dị (mutation), tất cả các virus H5 và H7 đều phải coi là virus cúm gia cầm phải khai báo (notifiable avian influenza – NAI) (81).

Tùy theo loài, lứa tuổi và giống chim, đặc điểm đặc trưng của dòng virus gây bệnh, và các yếu tố môi trường, bệnh có khả năng gây nhiễm cao, trên các loài chim đầy đủ mẫn cảm, có thể khác nhau từ chết đột ngột với ít dấu hiệu lâm sàng hay không rõ ràng, đến bệnh đặc trưng hơn với các thể hiện lâm sàng khác nhau, bao gồm các dấu hiệu hô hấp, như xuất dịch mắt và mũi, ho, sặc và khó thở, sưng ở các xoang và/hoặc đầu, lờ đờ, giảm gáy, giảm ăn rõ rệt và các dấu hiệu thần kinh và tiêu chảy. Ở gà đẻ, các đặc trưng lâm sàng thêm vào bao gồm giảm rõ rệt trong sản xuất trứng, thường kèm theo gia tăng số lượng trứng chất lượng kém. Điển hình là tỷ lệ mắc bệnh cao kèm theo gia tăng nhanh chóng tỷ lệ tử vong không giải thích được. Tuy nhiên, không có dấu hiệu nào trong đó có thể được coi là sinh bệnh học (pathognomonic). Ngoài ra, các virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh thấp (low pathogenicity avian influenza – LPAI), bình thường chỉ gây bệnh nhẹ hay không thể hiện lâm sàng, có thể trong một số hoàn cảnh nào đó gây ra một loạt các dấu hiệu nặng nề mà có thể bằng với các dấu hiệu bệnh do virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao, đặc biệt là nếu có các bệnh nhiễm khác kèm theo. Do đó, các chẩn đoán xác nhận của bệnh tùy thuộc vào phân lập virus gây bệnh và chứng minh đầy đủ các tiêu chí được nêu trong đoạn B.2. Trong một số hoàn cảnh đặc biệt, việc này có thể thực hiện được bằng phát hiện virus trong ký chủ bị nhiễm; đặc biệt là áp dụng các kỹ thuật phân tử mà cho phép xác định độc lực của virus. Huyết thanh đem xét nghiệm của loài chim nghi ngờ bệnh, áp dụng các phương pháp huyết thanh học có thể chẩn đoán bổ sung, nhưng các phương pháp này không thích hợp cho một nhận diện chi tiết. Các chẩn đoán cho các mục đích kiểm soát chính thức được thiết lập dựa trên cơ sở tiêu chuẩn chính thức được chấp thuận đối với khả năng gây bệnh theo các xét nghiệm ở nội môi trường hay đối với các xác định phân tử (tức là sự hiện diện của các amino acid cơ bản có vị trí phân cắt HA0 của protein chỉ điểm) và phân chủng haemagglutinin. Các xác định này có liên quan đến hiểu biết khoa học về sự gia tăng của bệnh.

HPNAI và NAI đều phải chịu kiểm soát chính thức và các virus này có nguy cơ cao về phát tán từ phòng thí nghiệm; do đó, một đánh giá nguy cơ phải được thực hiện để xác định cấp độ của an toàn sinh học cần thiết cho các phòng thí nghiệm chẩn đoán và cấy truyền trên gà; việc phân loại virus phải được thực hiện (ít nhất là) ở khu trú sinh học cấp độ 3. Điều kiện cơ sở vật chất phải hội đủ yêu cầu của Nhóm khu trú (containment group) như đã xác định bởi đánh giá nguy cơ nêu ra trong Chương 1.1.2 An toàn sinh học và Bảo vệ sinh học trong phòng thí nghiệm vi sinh thú y và cơ sở nuôi nhốt động vật thí nghiệm. Các quốc gia mà không có phòng thí nghiệm chuyên môn thuộc quốc gia hay vùng thì sẽ gởi các mẫu đến Phòng thí nghiệm Tham chiếu của OIE.

Các mẫu lấy từ chim chết phải bao gồm chất chứa trong ruột (phân) hay quét tăm bông lỗ huyệt và hầu họng. Các mẫu từ khí quản, phổi, các túi khí, ruột, lách, thận, não, gan và tim cũng được thu thập và xử lý riêng hay gom chung.

Các mẫu lấy từ chim sống phải bao gồm cả quét tăm bông hầu họng và lỗ huyệt. Để tránh gây hại cho chúng, việc quét tăm bông cho các con chim nhỏ dễ tổn thương sẽ thực hiện bằng loại tăm bông nhỏ đặc biệt, có sẵn trên thị trường. Khi không sẵn có loại tăm bông này, có thể thay bằng thu thập phân tươi.

Các mẫu phải được đặt trong đệm muối phosphat (isotonic phosphate buffered saline – PBS), pH 7,0 – 7,4 có chứa các chất kháng sinh hay đặt trong một dung dịch có chứa protein và các chất kháng sinh. Các chất kháng sinh có thể khác nhau theo các điều kiện địa phương, nhưng sẽ gồm, thí dụ, penicillin (2000 units/ml), streptomycin (2 mg/ml), gentamycin (50 µg/ml) và mycostatin (1000 units/ml) đối với các mẫu mô và các mẫu quét tăm bông hầu họng, nhưng các hàm lượng phải tăng gấp năm lần đối với các mẫu phân và mẫu quét tăm bông lỗ huyệt. Quan trọng là điều chỉnh lại pH của dung dịch từ 7,0 – 7,4 sau khi thêm vào các chất kháng sinh. Khuyến cáo rằng dung dịch dùng cho vận chuyển các mẫu quét tăm bông phải có chứa protein để ổn định virus (như huyễn dịch tim-não, huyết thanh bò đến 5% [v/v] hay albumen của bò – 0,5% [w/v]). Phân và mô xay mịn phải được xử lý thành huyễn dịch 10 – 20% (w/v) trong dung dịch có chất kháng sinh. Các huyễn dịch phải được xử lý càng sớm càng tốt sau khi ủ 1 – 2 giờ ở nhiệt độ phòng. Khi việc xử lý ngay là không thể thực hiện được, các mẫu có thể được bảo quản ở 4^oC đến 4 ngày. Với bảo quản lâu dài, các mẫu dùng chẩn đoán và phân lập phải được bảo quản ở -80^oC. Phải tránh lặp lại việc đông lạnh-giải đông đối với mẫu.

Phương pháp thích hợp cho nuôi cấy các virus cúm A là cấy vào phôi trứng gà sạch bệnh (specific pathogen free – SPF) hay trứng gà âm tính với kháng thể đặc hiệu (specific antibody negative – SAN). Dịch phù nổi của phân hay của huyễn dịch mô thu được qua gạn lọc bằng ly tâm ở 1.000 g, đem cấy vào túi ối của ít nhất năm phôi trứng gà SPF hay SAN đã ấp được 9 – 11 ngày. Các trứng cấy xong đem ủ ở 35 – 37^oC trong 4 – 7 ngày. Các trứng chứa phôi chết hay hấp hối, và tất cả các trứng còn lại ở cuối giai đoạn ủ, đều được đem làm lạnh đến 4^oC và chất dịch ối sau đó sẽ được đem xét nghiệm về phản ứng ngưng kết hồng cầu (haemagglutination – HA) (xem Đoạn B.3.b). Việc phát hiện phản ứng HA trong dịch xoang ối chứng tỏ khả năng cao về sự hiện diện của virus cúm A hay có paramyxovirus của loài chim. Các chất dịch mà cho ra phản ứng âm tính phải được đem cấy truyền thêm vào ít nhất một lô trứng, để xác nhận âm tính.

Sự hiện diện của virus cúm A có thể xác nhận trong xét nghiệm khuyếch tán miễn dịch trên thạch (agar gel immunodiffusion – AGID) bằng chứng minh sự hiện diện của các kháng nguyên vỏ bao nucleocapsid hay sinh chất, cả hai dạng kháng nguyên này đều thường có ở các virus cúm A (xem Đoạn B.3.a). Các kháng nguyên có thể được chuẩn bị bằng cô đậm virus từ dịch ối hay chiết xuất từ màng túi ối đã được gây nhiễm; các chất chứa kháng nguyên này được xét nghiệm bằng kháng huyết thanh đã biết dương tính. Virus có thể cô đậm từ dịch ối đã được gây nhiễm, bằng cách siêu ly tâm, hay bằng ngưng kết virus trong các môi trường acid. Phương pháp ngưng kết virus gồm cho HCl 1,0 M vào dịch ối cho đến khi dịch ối có pH khoảng 4,0. Hỗn hợp này được đặt vào bồn nước đá trong 1 giờ và sau đó đem gạn lọc bằng cách ly tâm ở 1.000 g trong 4^oC. Dịch phù nổi đem gạn bỏ. Virus cô đậm này được tái hòa tan trong dịch đệm glycin/sarcosyl; dịch này gồm 1% (w/v) sodium lauroyl sarcosinate, được đệm đến pH 9,0 với glycine 0,5 M. Dịch chất này chứa cả kháng nguyên vỏ bao nucleocapsid và sinh chất matrix của virus.

Các chế phẩm kháng nguyên giàu nucleocapsid cũng có thể thu được từ các màng túi ối để sử dụng cho xét nghiệm AGID (7). Phương pháp này bao gồm lấy ra màng túi ối từ trứng đã được gây nhiễm mà có dịch ối có phản ứng HA. Các màng này sau đó được đem tạo huyễn dịch hay nghiền mịn. Dịch chất thu được đem đông lạnh-giải đông trong ba chu kỳ, sau đó đem ly tâm ở 1.000 g trong 10 phút. Phần trầm lắng không sử dụng, dịch phù nổi được sử dụng làm kháng nguyên sau khi xử lý với formalin 0,1%.

Việc áp dụng xét nghiệm AGID để chứng minh các kháng nguyên vỏ bao nucleocapsid hay sinh chất matrix là phương cách đảm bảo để chỉ ra sự hiện diện của virus cúm gia cầm trong dịch ối, nhưng nhiều dạng xét nghiệm hấp phụ miễn dịch kết hợp enzyme (enzyme-linked immunosorbent assays – ELISA) cũng hiện hành. Ở đây có xét nghiệm ELISA có độ nhạy và tính đặc hiệu chứng minh được nucleoprotein của virus cúm A, sử dụng kháng thể đơn giá kháng với nucleoprotein của virus cúm A (47, 49, 64). Xét nghiệm này sẵn có bộ kit thương mại.

Mọi phản ứng HA của các chất dịch vô trùng thu thập được từ các trứng đã cấy truyền, thì thường là do virus cúm A hay do paramyxovirus của loài chim (một số dòng của reovirus cũng có phản ứng này, hay do dịch chất không vô trùng có chứa yếu tố ngưng kết hồng cầu sinh ra từ vi khuẩn). Ở đây ghi nhận có chín chủng huyết thanh hiện tại của các paramyxovirus trên loài chim. Hầu hết các phòng thí nghiệm sẽ có kháng huyết thanh đặc hiệu cho virus bệnh Tân thành (Newcastle virus) (là avian paramyxovirus type 1), và trên quan điểm bệnh xảy ra rộng khắp và hầu hết đều sử dụng vaccin sống trên gà, nên kháng huyết thanh này tốt nhất cho đánh giá sự hiện diện của virus bệnh Tân thành bằng các xét nghiệm ức chế ngưng kết hồng cầu (haemagglutination inhibition tests – HI) (xem Chương Bệnh Tân thành – Newcastle disease).

Cách khác, sự hiện diện của virus cúm có thể xác nhận được bằng áp dụng phản ứng chuỗi phân tử sử dụng enzyme giải mã đảo ngược (reverse-transcription polymerase chain reaction – RT-PCR), trong đó có các đoạn mồi dành riêng mã hóa cho nucleoprotein đặc hiệu hay sinh chất matrix đặc hiệu (3, 53). Cũng vậy, sự hiện diện của phân chủng virus cúm H5 hay H7 có thể xác nhận được bằng sử dụng các đoạn mồi đặc hiệu với H5 hay H7 (21, 46, 53, 79).

Phương pháp được khuyến cáo cho xác định phân chủng kháng nguyên của virus cúm A bởi Ủy ban Chuyên gia thuộc Tổ chức Y tế Thế giới (World Health Organization (WHO) Expert Committee) (80), bao gồm sử dụng kháng huyết thanh đặc hiệu cao được chế tạo trong thú vật mà chỉ cho ra tối thiểu các phản ứng không đặc hiệu (như dê), kháng trực tiếp với các phân chủng H và N (45). Một kỹ thuật khác là sử dụng kháng huyết thanh đa giá sinh ra để kháng với một loạt virus cúm còn nguyên vẹn. Việc nhận biết phân chủng virus bởi kỹ thuật này là nằm ngoài phạn vi của hầu hết các phòng thí nghiệm không chuyên biệt với các virus cúm. Các trợ giúp là sẵn có từ các Phòng thí nghiệm Tham khảo của OIE (xem Bảng nêu ở Phần 3 của Hướng dẫn này).

2. Đánh giá khả năng gây bệnh

Từ ngữ cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao (highly pathogenic avian influenza) ám chỉ đến đánh giá về độc lực trên gà và ám chỉ đến sự tham gia của các dòng virus độc lực. Từ ngữ này dùng để mô tả bệnh trên gà có đầy đủ mẫn cảm với các dấu hiệu lâm sàng như xuất dịch mắt và mũi, ho, hắt hơi và khó thở, sưng phù các xoang và/hoặc đầu, lờ đờ, giảm gáy, giảm rõ rệt mức độ ăn uống, tím tái vùng da không có lông, mào và yếm, loạng choạng và các dấu hiệu thần kinh, và tiêu chảy. Ở gà đẻ có thêm đặc trưng lâm sàng bao gồm giảm đẻ rõ rệt, thường kèm theo gia tăng số lượng trứng kém chất lượng. Điển hình là tỷ lệ mắc bệnh kèm theo tỷ lệ tử vong cao và gia tăng nhanh chóng không giải thích được. Tuy nhiên, không dấu hiệu nào có thể được coi là sinh bệnh học (pathognomonic) và tỷ lệ tử vong cao có thể diễn ra mà không có dấu hiệu nào. Ngoài ra, các virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh thấp (low phathogenicity avian influenza – LPAI) bình thường chỉ gây bệnh lâm sàng nhẹ hay không triệu chứng, lại có thể gây thành bệnh nặng nề hơn nếu có mặt các bệnh nhiễm khác hay có các yếu tố môi trường bất lợi, và trong một số hoàn cảnh, mức độ của các dấu hiệu lâm sàng có thể giống như cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao (highly pathogenic avian influenza – HPAI). Ở Hội nghị Quốc tế Chuyên đề về Cúm Gia cầm năm 1981 (5), người ta đã thống nhất bỏ từ ngữ “dịch toi gà – fowl plague” và để định nghĩa về các dòng cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao là dựa vào khả năng của virus gây ra tỷ lệ tử vong không dưới 75% trong vòng 8 ngày trong ít nhất tám con gà mẫn cảm 4 – 8 tuần tuổi được cấy virus theo đường cơ bắp, vào mạch máu hay đường túi khí. Tuy nhiên, định nghĩa này chứng tỏ không hoàn thiện khi áp dụng đối với các virus chịu trách nhiệm cho các ổ dịch lan tràn trên gà xảy ra vào năm 1983 ở Pensylvania và các bang xung quanh ở nước Mỹ. Vấn đề chủ yếu là sự hiện diện của một virus có khả năng chứng minh rằng gây bệnh thấp trong các thử nghiệm phòng thí nghiệm, nhưng đã thể hiện đầy đủ khả năng gây bệnh sau khi thể hiện biến dị chỉ ở một điểm. Việc cân nhắc thêm về một định nghĩa để bao gồm các virus có “khả năng gây bệnh – potentially pathogenic” này đã được thực hiện bởi một số nhóm khoa học quốc tế.

Các khuyến cáo hiện nay là dựa vào phát hiện rằng trong khi có nhiều dòng phân lập của các dòng thuộc phân chủng H5 và H7 là khả năng gây bệnh thấp, thì tất cả các dòng virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao đã phân lập được hiện nay đều mang haemagglutinin H5 hay H7. Thông tin thêm về khả năng gây bệnh hay tiềm tàng khả năng gây bệnh của các phân chủng H5 và H7 có thể nhận được bằng phân tích kết chuỗi của gen di truyền, do khả năng gây bệnh có liên quan đến sự hiện diện của các amino acid nhiều gốc (arginine hay lysine) ở vị trí phân cắt của haemagglutinin. Thí dụ, hầu hết các virus phân chủng H7 có độc lực thấp có mô hình amono acid ở vị trí phân cắt HA0 thì hoặc là -PEIPKGR*GLF- hoặc là -PENPKGR*GLF-, trong khi các thí dụ về các mô hình amino acid của các virus cúm gia cầm H7 có khả năng gây bệnh cao là: -PEIPKKKKR*GLF-, -PETPKRKRKR*GLF-, -PEIPKKREKR*GLF-, -PETPKRRRR*GLF-. Kết chuỗi amino acid của các vị trí phân cắt của các dòng phân lập thuộc phân chủng H5 và H7 có độc lực thấp đối với loài chim sẽ giống với các virus ở Pensylvania, có khả năng sau một biến dị đơn giản, trở nên có khả năng gây bệnh cao đối với gà. Vào năm 1992, OIE ban hành tiêu chí cho phân loại một virus cúm gia cầm là có khả năng gây bệnh cao thì dựa vào khả năng gây bệnh trên gà, phát triển trong tế bào nuôi và có kết chuỗi amino acid có đoạn peptide này kết nối (41). Ủy ban Châu Âu cũng ban hành tiêu chí tương tự vào năm 1992 (16).

Tiêu chí sau đây, là một cải tiến của phương pháp OIE nêu trên, đã được điều chỉnh bởi OIE để phân loại một virus cúm gia cầm là HPNAI:

a) Một trong những phương pháp sau đây được áp dụng để xác định khả năng gây bệnh ở gà. Một virus HPNAI là:

1. 
   virus cúm mà gây chết¹ cho sáu, bảy hay tám con gà mẫn cảm lứa tuổi 4 – 8 tuần, trong vòng 10 ngày sau khi cấy vào mạch máu 0,2 ml với độ pha loãng 1/10 của chất dịch ối đem gây nhiễm (không chứa vi khuẩn).
   

2. 
   virus mà có chỉ số gây bệnh qua truyền mạch máu (intravenous pathogenicity index – IVPI) lớn hơn 1,2. Sau đây là phương pháp IVPI:
   

• 
  Dịch ối gây nhiễm với hiệu giá HA > 1/16 (>2⁴ hay > log²4 khi biểu diễn là mẫu số), được pha loãng 1/10 trong nước muối sinh lý (isotonic saline) vô trùng.
  
• 
  0,1 ml dịch pha loãng này được tiêm vào mạch máu của tám đến mười gà SPF hay SAN 6 tuần tuổi.
  
• 
  Các con gà được kiểm tra từng đợt 24 giờ trong vòng 10 ngày. Mỗi con được quan sát, từng con được chấm điểm là 0 nếu bình thường, 1 là bệnh, 2 là rất bệnh, 3 là chết. (Việc xác định bệnh hay rất bệnh được đánh giá theo lâm sàng. Bình thường gà “bệnh” sẽ thể hiện một trong những dấu hiệu sau, và gà “rất bệnh” thì thể hiện nhiều hơn một dấu hiệu nêu sau đây: liên quan đến hô hấp, ủ rũ, tiêu chảy, tím tái vùng da bộc lộ hay mào, phù mặt và/hoặc đầu, các dấu hiệu thần kinh. Các cá thể chết sẽ chấm điểm là 3 liên tục cho những ngày còn lại của thời gian kiểm tra²).
  

• 
  Chỉ số gây bệnh theo đường mạch máu (IVPI) là điểm trung bình của điểm trung bình của mỗi con gà quan sát được qua 10 ngày. Một chỉ số từ 3,00 tức là tất cả gà đều chết trong vòng 24 giờ, và chỉ số là 0,00 tức là không con gà nào thể hiện dấu hiệu lâm sàng trong 10 ngày quan sát.
  

OIE đã theo hệ thống phân loại này để nhận diện các virus mà có báo cáo về bệnh và áp dụng các biện pháp kiểm soát (81):

1. 
   Tất cả các dòng phân lập của virus cúm gia cầm mà hội đủ tiêu chí nêu trên đều được nhận diện là virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh cao phải khai báo (highly pathogenic notifiable avian influenza – HPNAI).
   
2. 
   Các dòng virus phân lập được thuộc H5 và H7 mà không độc lực với gà và vị trí phân cắt kết chuỗi amino acid HA0 không giống như vị trí phân cắt thấy ở các virus HPNAI, thì được nhận diện là virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh thấp phải khai báo (low pathogenicity notifiable avian influenza – LPNAI).
   
3. 
   Các dòng virus phân lập được không thuộc H5 hay H7 mà không có độc lực với gà thì được nhận diện là virus cúm gia cầm có khả năng gây bệnh thấp (low pathogenicity avian influenza – LPAI).
   

Hiện nay, sự có mặt của các gốc amino acid ở vị trí phân cắt HA0 đã được xác định đầy đủ, làm chỉ thị chính xác cho độc lực hay tiềm tàng độc lực đối với các virus cúm gia cầm H5 và H7, chắc chắn rằng việc xác định vị trí phân cắt này bằng phân tích kết chuỗi hay các phương pháp khác sẽ trở thành phương pháp tốt cho đánh giá ban đầu về độc lực của các virus này và được kết hợp thành các định nghĩa thống nhất. Điều này sẽ có lợi về giảm bớt số lượng các xét nghiệm ở nội môi trường, tuy nhiên, hiện nay việc cấy truyền vào gà vẫn còn cần thiết để xác nhận kết quả âm tính, vì khả năng của virus nuôi cấy có chứa quần thể hỗn hợp các virus có độc lực cao và thấp là không thể loại trừ được.

Mặc dù tất cả virus AI có khả năng gây bệnh cao thật sự được phân lập ra hiện nay đều thuộc các phân chủng H5 hay H7, có ít nhất hai dòng phân lập, cả hai đều thuộc phân chủng H10 (H10N4 và H10N5), đã được báo cáo là có đủ đặc tính theo định nghĩa của cả OIE lẫn EU về virus AI có khả năng gây bệnh cao (76) vì chúng giết chết 7/10 và 8/10 gà với các giá trị IVPI >1,2, khi các con gà này được cấy virus vào mạch máu. Hai virus này không gây chết hay các dấu hiệu bệnh khi cấy theo đường mũi và không có các gốc amino acid cơ bản ở vị trí phân cắt của haemagglutinin. Nhận thấy rằng một số virus AI phân chủng H10 là có hướng thần kinh và các con gà chết với hiệu giá virus cao trong thận cho thấy có cơ chế gây bệnh thận (50). Ngược lại, có bốn virus đã được mô tả có các gốc amino acid cơ bản ở vị trí phân cắt HA0 của haemagglutinin, nhưng lại thể hiện độc lực thấp (IVPI<1,2) khi đem cấy truyền vào mạch máu của gà 6 tuần tuổi (33). Các bất thường khác là các virus HPAI H7N3 Chile 2002 (57) và Canada 2004 (42), thể hiện kết chuỗi amino acid của vị trí phân cắt là khác biệt và không bình thường, với PEKPKTCSPLSRCRETR*GLF và PENPKQAYRKRMTR*GLF. Những virus này thể hiện sinh ra là do kết quả của một tái tổ hợp giữa gen HA với gen nucleoprotein và gen sinh chất matrix, dẫn đến chèn vào vị trí phân cắt HA0 một đoạn 11 amino acid cho virus Chile và 7 amino acid cho virus Canada. Cả hai virus này cực kỳ độc lực khi cấy vào mạch máu gà 6 tuần tuổi.